Un grupo de científicos australianos ha descubierto un ejemplar de Posidonia australis increíblemente resistente que se extiende a lo largo de 180 kilómetros cuadrados y la cual se estima que tiene, al menos, 4.500 años de antigüedad.
Posidonia australis
La Posidonia australis, también conocida como hierba cinta, es una especie de hierba marina que se encuentra en las aguas del sur de Australia y forma extensos prados importantes para la biodiversidad oceánica. Esta planta cuenta con unas hojas grandes de color verde brillante parecidas a una correa que pueden crecer hasta más de 80 centímetros de largo y tener entre 6 y 14 milímetros de ancho. Pero más asombroso aún resulta que hasta el 90% de la biomasa de esta planta puede albergarse en sus raíces.
Las praderas de Posidonia Australis pueden encontrarse formando grandes praderas a poca profundidad en estuarios, lagos costeros y aguas costeras protegidas. De hecho, los científicos saben que se halla hasta en 17 estuarios del sur de Australia, a lo largo de la costa de los estados de Nueva Gales del Sur y Victoria. Lo que no sabían hasta hace nada, es que esta planta formadora de pastos podría ser el ser vivo más grande del planeta, además de uno de los más antiguos de los que se tenga constancia hasta la fecha.
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El sorprendente dato se informa esta semana en un artículo titulado Extensive polyploid clonality was a successful strategy for seagrass to expand into a newly submerged environment publicado en la revista Procedings of the Royal Society B. Así, investigadores de la universidades de Australia Occidental -UWA- y Flinders, han localizado en Shark Bay, Australia Occidental, un ejemplar de Posidonia australis increíblemente resistente que se extiende a lo largo de 180 kilómetros y que se estima que tiene al menos 4.500 años de antigüedad. Las condiciones en Shark Bay, además, son tremendamente duras para una planta, pues esta posidonia ha conseguido sobrevivir en un área donde las mediciones apuntan a una salinidad del doble que en otras partes de la bahía, y rangos de temperatura de entre 15ºC y 30ºC.
La bióloga evolutiva, Elizabeth Sinclair, de la Facultad de Ciencias Biológicas y el Instituto de Océanos de la UWA, y autora principal del estudio, explica que el proyecto comenzó cuando los investigadores querían comprender qué tan genéticamente diversas eran las praderas de pastos marinos en Shark Bay y qué plantas deberían ser recogidas y empleadas para restauración de pastos marinos. "A menudo nos preguntan cuántas plantas diferentes crecen en las praderas de pastos marinos y esta vez usamos herramientas genéticas para responder", afirma la investigadora.
Shark Bay, Australia
"El equipo tomó muestras de brotes de pastos marinos de todos los entornos de Shark Bay y generó una "huella digital" utilizando 18.000 marcadores genéticos", continua explicando la coautora del estudio y estudiante en la Universidad de Australia Occidental, Jane Edgeloe. "Pero la respuesta nos dejó boquiabiertos!, añade "¡Solo había una! Eso es todo, solo una planta se ha expandido más de 180 kilómetros en Shark Bay, lo que la convierte en la planta más grande conocida en la tierra".
Los 200 kilómetros cuadrados existentes de las praderas de esta posidonia parecen haberse expandido a partir de una única plántula colonizadora. Sinclair matiza que "lo que hace que esta planta formadora de pastos marinos sea diferente de otros clones, además de su enorme tamaño, es que tiene el doble de cromosomas que sus parientes oceánicos", es decir, se trata de un organismo poliploide, lo que añade una incógnita extra a la naturaleza extraordinaria de este espécimen.
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Resumen
La poliploidía tiene el potencial de permitir que los organismos superen a sus progenitores diploides y ocupen nuevos entornos. Shark Bay, Australia Occidental, es un área del Patrimonio Mundial dominada por praderas de pastos marinos templados, incluida la algas de Poseidón, Posidonia australis . Esta hierba marina se encuentra en la extensión norte de su rango geográfico natural y experimenta temperaturas y salinidad extremas. Nuestras evaluaciones genómicas y citogenéticas de 10 praderas identificaron clones diploides geográficamente restringidos (2 n = 20) en una sola ubicación, y un solo clon poliploide de alta heterocigosis muy extendido (2 n= 40) en todos los demás lugares. El clon poliploide abarcó al menos 180 km, lo que lo convierte en el ejemplo más grande conocido de un clon en cualquier entorno de la tierra. La duplicación del genoma completo a través de la poliploidía, combinada con la clonalidad, puede haber proporcionado el mecanismo para que P. australis se expandiera a nuevos hábitats y se adaptara a nuevos entornos que se volvieron cada vez más estresantes para su(s) progenitor(es) diploide(s). El nuevo clon poliploide probablemente se formó en aguas poco profundas después de la inundación de Shark Bay hace menos de 8500 años y posteriormente se expandió a través del crecimiento vegetativo en nuevos hábitats sumergidos.
1. Introducción
La duplicación del genoma completo a través de la poliploidía es un mecanismo ampliamente repetido de diversificación significativa a lo largo de la historia evolutiva de las plantas con flores [ 1 - 6 ]. Los análisis filogenómicos ahora sugieren que todas las angiospermas han pasado por al menos una ronda de poliploidización [ 7 ]. Los eventos poliploides pasados parecen estar asociados con períodos de cambios significativos en el clima global [ 5 ], incluida la desglaciación de ambientes terrestres desde el Último Máximo Glacial (p. ej. [ 8 , 9 ]). Los poliploides terrestres están muy extendidos en todo el mundo, pero son más frecuentes en latitudes más altas y en entornos extremos [ 10 ].]. También se encuentran con frecuencia en hábitats que contrastan con el hábitat de su(s) progenitor(es) diploide(s), lo que indica que la poliploidía está asociada con el éxito evolutivo en términos de su capacidad para ocupar nuevos nichos ambientales [ 11 - 13 ].
En una revisión global de los ecosistemas terrestres, los atributos ambientales y de historia de vida específicos fueron destacados por [ 10 ] que facilitan el establecimiento de nuevos linajes poliploides. Los atributos proporcionan a los poliploides suficiente tiempo (generalmente especies perennes con crecimiento vegetativo) y espacio (nuevos entornos con baja riqueza de especies) para superar a sus progenitores diploides. La poliploidía a menudo se ha considerado como un "callejón evolutivo sin salida", sin embargo, el proceso puede crear "monstruos esperanzados" al conferir un rápido aumento en la diversidad genética que puede facilitar una ventaja adaptativa sobre los progenitores diploides, especialmente en condiciones ambientales estresantes [ 5 , 6 , 14 , 15]. El éxito de la duplicación del genoma depende en gran medida de los atributos morfológicos, fisiológicos y ecológicos del nuevo poliploide, y los cambios relacionados con la ploidía también influyen en las interacciones de las especies a través de la expresión génica y los procesos epigenéticos (revisado en [ 5 , 16 ]). ¿La poliploidía también ha jugado un papel en la diversificación y expansión de las angiospermas marinas, los pastos marinos?
Los pastos marinos son un grupo polifilético que evolucionó a través de al menos tres eventos independientes de "retorno al mar" [ 17 ] a principios del Cretácico [ 4 ]. Los pastos marinos ahora habitan en las costas y estuarios marinos de todo el mundo, excepto en la Antártida [ 18 ]. Se reproducen sexualmente a través de la floración y la producción de semillas, y clonalmente a través del crecimiento vegetativo a través de la extensión del rizoma horizontal [ 19 ]. La mayoría de las especies de pastos marinos tienen distribuciones geográficas amplias con niveles amplios de diversidad genética (p. ej., [ 20 , 21 ]), y algunas praderas tienen clones extensos y longevos (p. ej., [ 22 , 23 ]]). Se han informado alelos adicionales en marcadores genéticos co-dominantes (3+ alelos) en varias especies de pastos marinos [ 24 , 25 ], incluida la hierba de cinta de Poseidón, Posidonia australis, en Shark Bay [ 26 , 27 ], y son indicativos de poliploidía. La variación en el número de cromosomas entre las poblaciones ha sido reportada en varias especies de pastos marinos [ 28 , 29 ] incluyendo Cymodocea angustata en Shark Bay, Australia Occidental [ 29 ]. La posibilidad de hibridación se identificó por primera vez en el género Zostera [ 30], y estudios más recientes indican que el fenómeno está probablemente más extendido en las praderas marinas [ 31 - 35 ].
Los pastos marinos recolonizaron la plataforma continental australiana con el aumento del nivel del mar después del Último Máximo Glacial [ 36 ], y esto incluyó la transgresión marina en Shark Bay ( figura 1 ) [ 38 ]. Un período de rápido aumento del nivel del mar durante el Holoceno (1–2 cm año −1 ; véase [ 39 ] y las referencias allí) creó una gran inundación y un nuevo hábitat para las especies marinas bénticas, incluidas las praderas marinas templadas. Las praderas de pastos marinos en expansión atrapan sedimentos que, en última instancia, controlan los gradientes ambientales a través del desarrollo de Faure Sill y Wooramel Seagrass Bank [ 38], creando ambientes cada vez más extremos para que habiten los pastos marinos y otras especies marinas. Las aguas poco profundas metahalinas e hipersalinas dentro de Shark Bay ahora experimentan fluctuaciones temporales y espaciales en la temperatura y la salinidad en aguas con fósforo limitado [ 40 - 42 ]. Aquí, usamos un enfoque de genotipo por secuenciación para (i) evaluar la diversidad genética de la población y la estructura de P. australis a lo largo del gradiente ambiental dentro de Shark Bay y (ii) usar el cariotipo y la citometría de flujo para determinar la presencia de poliploidía.
2. Material y métodos
(a) Shark Bay y pastos marinos templados
Shark Bay, sitio declarado Patrimonio de la Humanidad por la UNESCO, o Gathaagudu para los custodios tradicionales, los Pueblos Malgana, alberga una de las praderas continuas de pastos marinos más grandes del mundo y crea un hábitat para un entorno marino biodiverso que incluye 12 especies de pastos marinos ( figura 1 ). [ 43 ]. Un gradiente de salinidad horizontal varía con la propagación del maremoto a través de las bahías poco profundas y los alféizares de forma diurna, estacional y varía según el golfo [ 44 ]. Una combinación de entrada mínima de agua dulce, lavado deficiente y alta evaporación (aprox. 2000 mm) que excede la precipitación (aprox. 200 mm) [ 37 , 45] mantiene un fuerte gradiente en el golfo oriental. Las aguas claras y poco profundas en la mayor parte de la Bahía significan que las praderas de pastos marinos están expuestas a niveles de luz saturados (superiores a 3000 µmol ms- 1 ), experimentan un amplio rango anual de temperatura, típicamente 17–26°C aunque las temperaturas pueden exceder los 30° C en verano [ 42 ], y un rango de salinidad entre 35 (oceánico) y 64 psu [ 43 ]. Grandes praderas de pastos marinos perennes de Amphibolis antarctica y Posidonia australis dominan gran parte de este ecosistema marino [ 43 ], creando un lugar ideal para estudiar el cambio evolutivo y la adaptación.
Shark Bay está situada en la interfaz templada-tropical, lo que significa que está expuesta a extremos templados y tropicales del cambio climático y fenómenos meteorológicos extremos, como olas de calor marinas y ciclones. La costa oeste de Australia estuvo expuesta a una ola de calor sin precedentes en el verano de 2010-2011, que afectó a los ecosistemas terrestres y marinos [ 46 ], con temperaturas de la superficie del mar superiores a 3 °C por encima de los promedios a largo plazo en Shark Bay [ 47 ] . La mayor parte de la pérdida de área de las praderas de pastos marinos se asoció con Amphibolis antarctica, donde la defoliación extensa resultó en la extinción local de las praderas [ 48 ]. Un área total estimada de 1310 km 2de densas praderas de pastos marinos desaparecieron entre 2010 y 2014 y consistieron casi en su totalidad en especies templadas [ 37 ]. Los aproximadamente 200 km 2 de praderas de Posidonia australis también se vieron afectados, aunque se ha producido cierta recuperación natural donde las densidades de brotes han vuelto a los niveles anteriores a la ola de calor en algunos lugares [ 49 ].
(b) Muestreo genético y protocolos de laboratorio
Se recolectaron muestras de brotes adultos de P. australis mediante SCUBA en 2012 y 2019 de 10 praderas en todo el rango geográfico dentro de Shark Bay ( figura 1 ; material electrónico complementario, tabla S1). El muestreo aleatorio de brotes se estandarizó en todos los sitios (dentro de un área de 50 m de diámetro) siguiendo [ 50 ]. Shoot meristema (no fotosintético) tejido fue procesado y congelado antes de la extracción de ADN, como se describe en [ 51 ]. Las condiciones ambientales locales medidas in situ en el momento del muestreo incluyen la profundidad (m), la temperatura del agua (°C), la salinidad (unidades prácticas de salinidad, psu) y el pH.
El ADN genómico se extrajo de meristemos de brotes congelados utilizando un kit Qiagen DNeasy Plant Pro (Qiagen, Alemania) para 144 muestras de 10 prados muestreados (12–14 por prado). Se usaron protocolos del fabricante con las siguientes modificaciones para mejorar la calidad y la cantidad de ADN recuperado: la mitad de un meristemo de brote congelado (aprox. 20 mm, aproximadamente 0,25 g) se molió en un mortero hasta obtener un polvo fino en nitrógeno líquido. Se añadió una mezcla tampón de 900 µl de CD1 y 100 µl de solución de PS a la muestra molida y se dejó descongelar. La muestra descongelada se transfirió a un tubo de microcentrífuga de 2 ml que contenía una perla de cerámica y 3 µl de Rnasa.Los tubos se colocaron en un agitador durante 10 min, seguido de centrifugación a 16 128 RCF durante 2 min. El sobrenadante se transfirió a un tubo de recogida de 1,5 ml limpio y etiquetado. Se añadieron 400 microlitros de CD2 al sobrenadante, se agitó en vórtex durante 5 s y se colocó en hielo durante 5 min. El ADN genómico final se suspendió en 50 µl de tampón EB, que se empapó en la membrana de la columna giratoria durante 30 min. Las muestras de ADN genómico se almacenaron a -20 °C. La cantidad de ADN genómico se midió con el fluorómetro Qubit 3.0 de amplio rango de ADN de doble cadena (ThermoFisher Scientific, Australia) y la calidad se evaluó con el Lab Chip GX Touch 24 (PerkinElmer) con reactivos de ADN g de ADN HT.
Biblioteca preparación siguió el protocolo para ddRAD-seq en [ 52 ]. Se genotiparon catorce muestras de cada prado, con cuatro repeticiones técnicas incluidas. Las muestras se asignaron aleatoriamente en tres bibliotecas, sin que se produjeran dos pares de réplicas en la misma biblioteca. Las bibliotecas agrupadas se secuenciaron en una máquina de secuenciación HighSeqX10 como lecturas de extremos emparejados de 2 × 150 pb (KCCG Sequencing Laboratory, Garvan Institute, Nueva Gales del Sur). Las lecturas sin procesar se procesaron siguiendo la canalización detallada en [ 52 ]. En resumen, se realizó un ensamblaje de loci ddRAD de novo y la identificación de polimorfismos de un solo nucleótido (SNP) utilizando la canalización denovo_map en STACKS v. 2.52 [ 53 ].]. Se utilizó una distancia mínima de tres nucleótidos para identificar una pila (-m), se permitió un máximo de tres nucleótidos entre pilas (-M) y un máximo de tres desajustes entre loci de diferentes individuos durante la construcción del catálogo (-n) (material complementario electrónico, cuadro S2). Quedaron un total de 133 de 144 muestras después de que se completó la tubería m3-M3-n3. Utilizamos la profundidad de lectura para estimar una nueva estadística, H ind / H E [ 54 ] para identificar individuos con ploidía inesperada y estado híbrido. El valor esperado de H ind / H E es el mismo en todos los loci de un conjunto de datos, independientemente de la profundidad de lectura o la frecuencia alélica. la hSe calculó el estadístico ind /H E para todas las muestras, donde se espera un H ind /H E de 0,50 para individuos diploides, 0,75 para triploides y 1,00 para tetraploides. La estadística se estimó utilizando Poly RAD v. 1.5 (disponible en https://github.com/lvclark/polyRAD ).
(c) Diversidad y estructura genómica
El error de secuenciación se evaluó comparando el porcentaje de alelos SNP no idénticos entre los cuatro pares de réplicas técnicas. El límite de la tasa de error se basó en la diferencia máxima entre los cuatro pares de réplicas técnicas. El porcentaje de similitud se determinó como una medida de la variación entre los perfiles de SNP dentro de cada uno de los 10 prados muestreados. Las réplicas técnicas se eliminaron antes de todos los análisis posteriores. La riqueza clonal ( R = (MLG − 1)/( N − 1)) [ 55 ] se evaluó después de aplicar una tasa de error estimada a partir de las réplicas técnicas usando el paquete R Poppr [ 56], con valores cercanos a cero que indican altos niveles de clonalidad y 1 que indica que todas las muestras provienen de plantas diferentes. Las estadísticas de diversidad se calcularon en función de todos los SNP y se estimaron utilizando Stacks: poblaciones dentro de la canalización ( https://github.com/ascheben/RAD_analysis_workflow#Diversity-analysis-protocol [ 52 ]. Estas estadísticas de diversidad incluyeron el número de alelos privados en la población (privado, alelos que ocurren solo en una sola ubicación de muestra), frecuencia media del alelo más común en cada locus (P), heterocigosidad observada ( H o ) y esperada ( H e ), coeficiente de consanguinidad ( FIS ) y diversidad de nucleótidos ( π). Se generó un cladograma para visualizar la relación entre todos los individuos usando (SNPRelate 1.28.0 [ 57 ]).
Se realizó una evaluación de la estructura de la población utilizando el conjunto de datos completo ( n = 10 prados, 18 021 SNP). La identificación del grado de mezcla entre las muestras de praderas de P. australis estimó las proporciones ancestrales utilizando un enfoque basado en la factorización matricial dispersa no negativa (sNMF) [ 58 ]. El programa sNMF supone que los datos genéticos se originan a partir de la mezcla de K poblaciones parentales, donde K es desconocido [ 58 ]. Se calculó una estimación de las proporciones de ascendencia para cada muestra. Se determinó el número de grupos genéticos distintos ( K ), en base a 10 iteraciones por valor de K para K= 1 a 10 para el conjunto de datos completo, y para nueve prados de alta heterocigosidad K = 1 a 9. Se generaron gráficos de entropía cruzada para visualizar el número óptimo de poblaciones ancestrales K. Se realizó un análisis jerárquico de variación molecular (AMOVA) para dividir la diversidad genética por ploidía y dentro y entre praderas de alta heterocigosidad usando todos los SNP usando Poppr . Los componentes de varianza se calcularon en múltiples niveles para probar la significancia entre ploidía, entre praderas y dentro de las praderas, con una significancia basada en 9999 permutaciones.
(d) Estimación del tamaño del genoma mediante citometría de flujo
El contenido de ADN nuclear se estimó usando tomate ( Solanum lycopersicum cv. Stupick, 2C ADN = 1,96 pg) como estándar de tamaño interno. Los núcleos de Posidonia australis se aislaron de hojas jóvenes frescas y sanas cortando con una hoja de afeitar afilada en 1 ml de tampón de plantas leñosas [ 59 ] en una placa de Petri, suplementado con 50 µl de yoduro de propidio (PI; 1 mg ml −1 , Sigma) y ARNasa A (50 µg ml −1). A continuación, la suspensión nuclear se filtró a través de un filtro de malla de nailon de 30 µm y se analizó con un citómetro de flujo BD FACSCanto equipado con un láser de estado sólido de alto grado con emisión de luz verde a 488 nm, que funciona a 20 mW, así como con un lado (SSC ) y dispersión directa (FSC). Los análisis se realizaron en tres muestras diferentes de cada población. Los histogramas con un coeficiente de variación inferior al 5% se evaluaron mediante el programa FloJo [ 60 ]. El tamaño del genoma monoploide (1 C x ) se calculó en función de un factor de conversión [ 61 ], donde 1 pg de contenido de ADN representa 978 mega pares de bases.
(e) Determinación de la ploidía mediante cariotipo
Había puntas de raíces frescas disponibles para plantas de dos sitios, Guischenault Point y Middle Bluff (sitios 2, 7; figura 1 ). Las puntas de las raíces se pretrataron en 8-hidroxiquinolina 2 mM (4 h) y luego se fijaron en etanol recién preparado: ácido acético glacial (3: 1, v/v) durante 30 h, y finalmente se almacenaron en la misma solución a -20ºC. °C hasta su uso. Las preparaciones de cromosomas de la punta de la raíz se llevaron a cabo como se describe en [ 62]. Se seleccionaron al azar cinco metafases mitóticas de cada muestra y se lavaron dos veces con agua helada (5 min cada vez), seguido de tampón de citrato 0,01 M (ácido cítrico 0,01 M y citrato de sodio 0,01 M, pH 4,8) dos veces durante 5 min. Luego, las puntas de las raíces se digirieron en 30 µl de mezcla de enzimas (que incluye 0,7 % de celulosa, 1 % de citohelicasa, 1 % de pectoliasa y 0,7 % de celulosa R10) durante 60–90 min. Después de la digestión, los meristemos se lavaron dos veces con tampón de citrato y una vez con etanol. El etanol se reemplazó con 60–90 µl de fijador recién preparado (9:1, ácido acético glacial absoluto: metanol absoluto). Los meristemos se rompieron cuidadosamente con una aguja para obtener la suspensión celular. Se dejaron caer siete microlitros de la suspensión celular sobre cada portaobjetos de vidrio en una caja forrada con toallas de papel húmedas (para tener aproximadamente un 50% de humedad dentro de la caja) y se dejó secar lentamente.−1 DAPI (4′,6-diamidino2-fenilindol) como contratinción. Los portaobjetos se analizaron con un microscopio confocal y se capturaron imágenes. Se midieron un total de ocho parámetros cromosómicos e índices cariotípicos (o asimétricos) por triplicado para las plantas de Guischenault Point y Middle Bluff utilizando el programa informático IdeoKar [ 63 ]. Estos incluyen la longitud del brazo cromosómico largo ( L ), la longitud del brazo cromosómico corto ( S ), la longitud del cromosoma (CL = L + S ), la proporción de brazos (AR = L / S ), el valor r (= S / L); longitud relativa del cromosoma (RL), porcentaje de forma del cromosoma (F%), índice centromérico (CI = S /CL) y valor C del ADN = valor 2C del ADN (pg). Se realizaron pruebas de dos colas para determinar si había una diferencia significativa entre los ocho parámetros cromosómicos y los índices cariotípicos entre Guischenault Point y Middle Bluff.
3. Resultados
(a) Filtrado de secuencia sin procesar, tasa de error y cobertura
Se tomaron muestras en Shark Bay de un total de 133 muestras, incluidas cuatro réplicas técnicas de 10 prados, y se mantuvieron después de la eliminación de 11 muestras que no pasaron los parámetros de filtrado (ausencia de más del 90 % en una profundidad de lectura de 5 y un mínimo de filtrado de alelos menores). ; MAF = 0,05; material complementario electrónico, tabla S2). El conjunto de datos SNP completo constaba de 18 021 SNP bialélicos después del filtrado. El número de diferencias de SNP entre cada uno de los cuatro pares de réplicas técnicas osciló entre 355 y 439 (de 15 625 a 16 660 SNP que permitieron la falta de datos), lo que equivalía a una diferencia máxima del 2,8 %. Todos los desajustes entre los locus de SNP ocurrieron donde un individuo era homocigoto y otro era heterocigoto, excepto tres SNP, que eran homocigotos para alelos alternativos. Se eliminaron las réplicas técnicas para todas las estimaciones estadísticas y de diversidad posteriores, y aplicamos una tasa de error máxima del 2,8 % para estimar la riqueza clonal. La distribución de la cobertura de profundidad fue similar en todas las muestras (H ind / H E superior a 0,8), excepto los de Punta Guischenault donde H i d / H E inferior a 0,5 (material complementario electrónico, figura S1 a ). La media ponderada general H ind / H E fue 0,95 cuando se incluyeron individuos de Guischenault Point y 1,0 cuando se excluyeron individuos de Guischenault Point (material complementario electrónico, figura S1 b ).
(b) Diversidad genética y estructura genética de la población
Las estadísticas de diversidad fueron notablemente similares para nueve de cada 10 praderas muestreadas ( tabla 1 ). Se identificaron perfiles de SNP multilocus casi idénticos (= genotipos multilocus) en estas nueve praderas que abarcaban los 200 km 2 completos de P. australis cartografiados .praderas en Shark Bay, en un amplio rango de salinidad (33,9–48,8 psu; material complementario electrónico, tabla S1). Un genotipo multilocus generalizado se compartió entre siete de los nueve prados (sitios 2, 3, 4, 6, 8, 9 y 10), un genotipo multilocus del norte estuvo presente en Dirk Hartog Island y Herald Bight (sitios 1 y 1). 6), un genotipo multilocus del sudoeste era de Nanga Bay y White Island (sitios 4 y 5), y un genotipo multilocus de baja frecuencia (dos muestras) era exclusivo de Fowlers Camp (sitio 3). Los nueve prados eran altamente heterocigóticos (media H o = 0,891 ± 0,078 sd), con alta diversidad de nucleótidos ( π = 0,477 ± 0,005 sd) y un alto porcentaje de identidad SNP (identidad media = 0,958 ± 0,008 sd). Los valores F IS altamente negativos (mediaF IS = −0.801 ± 0.012 sd) indicó un exceso de heterocigotos observados. ... siga leyendo.................
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